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Dr. habil. Sven T. Stripp

Ich habe an der Ruhr-Universität Bochum Chemie und Biologie studiert und meine Promotion 2010 an der Fakultät für Biologie und Biotechnologie abgelegt (bei Thomas Happe). Danach bin ich als Postdoktorand an den Fachbereich Physik der Freien Universität Berlin gewechselt um meine Kenntnisse in zeitaufgelöster Schwingungsspektroskopie zu vertiefen (bei Joachim Heberle). Nach fünf Jahren wurde mir dort eine Position als Arbeitsgruppenleiter mit Lehrauftrag angeboten. Seit 2019 bin ich durch die Förderung des Schwerpunktprogramms 1927 der DFG auch finanziell unabhängig und habe die Zeit genutzt, um meine Habilitation in der Physikalischen Chemie des Fachbereiches Chemie und Biochemie der Freien Universität Berlin abzuschließen.

Meine Expertise ist Fourier-transformierte Infrarot-Spektroskopie (FTIR-Spektroskopie) an biologischen Makromolekülen in kondensierter Phase. Das inkludiert Messungen an Ensembleproben, Dünnschichten oder ganzen Zellen. Funktionelle Infrarot-Spektroskopie wird typischerweise „in Differenz“ durchgeführt werden, d.h. es braucht es einen Trigger, der das System aus dem Gleichgewicht bringt und die Analyse kleinster Änderungen erlaubt. Basierend auf der Konfiguration der abgeschwächten Totalreflektion (ATR) habe ich eine nicht-photochemische Methode etabliert, die Reaktivität von Metallenzymen mit ihren gasförmigen Substraten zu triggern (z.B. durch Zugabe von H2, O2, N2 oder CO2) und spektrale Änderungen über die Zeit zu verfolgen.

sven

Fachbereich Physik

Institut für experimentelle Physik

Experimentelle Molekulare Biophysik

Wissenschaftlicher Mitarbeiter

Adresse
Arnimallee 14
Raum 1.1.39
14195 Berlin
Homepage

2019 – now   Freie Universität Berlin, Group Leader/ PI  

2019 – 2021   Freie Universität Berlin, Habilitation in Physical Chemistry

2015 – 2019   Freie Universität Berlin, Group Leader   

2010 – 2015   Freie Universität Berlin, Postdoctoral scientist   

2007 – 2010    Ruhr-Universität Bochum, Dissertation in Biology

2001 – 2007    Ruhr-Universität Bochum, Studies of Chemistry and Biology

Ich entwickele spektroskopische und elektrochemische Methoden zur Untersuchung von Proteinproben unter biologisch relevanten Bedingungen. Mein Hauptinteresse gilt gasverarbeitenden Metallenzymen wie Hydrogenasen, CO- und Formate Dehydrogenasen, Nitrogenase, Cytochrom-c Oxidase und Photosystem II. Ziel ist ein molekulares Verständnis der katalytischen Prinzipien hinter H2, O2 und CO/CO2 Stoffwechsel. Desweiteren untersuche ich die in vivo Synthese komplexer Kofaktoren.

Methode

Experimenteller Aufbau für in situ ATR FTIR Spektroskopie under Gas-, Licht, und Potentialkontrolle.

53. Electron inventory of the iron-sulfur scaffold complex HypCD essential in [NiFe]-hydrogenase cofactor assembly. Stripp ST, Oltmanns J, Müller CS, Ehrenberg D, Schlesinger R, Heberle J, Adrian L, Schünemann V, Pierik AJ, Soboh B*. Biochem. J. 2021; 478: 3281–95

52. In situ infrared spectroscopy for the analysis of gas-processing metalloenzymes. Stripp ST*. ACS Catal. 2021; 11: 7845–62

51. Two ligand-binding sites in CO-reducing Vanadium Nitrogenase reveal a general mechanistic principle. Rohde M, Laun K, Zebger I, Stripp ST, Einsle O*. Science Adv. 2021; 7: eabg4474

50. Quantification of Local Electric Field Changes at the Active Site of Cytochrome c Oxidase by FTIR Spectroelectrochemical Titrations. Baserga F, Dragelj J, Kozuch J, Mohrmann H, Knapp EW, Stripp ST, Heberle J*. Front. Chem. 2021; 9: 669452

49. Untersuchung elektroenzymatischer H2‐Produktion mithilfe von Rotierende‐Ring-Scheiben‐Elektrochemie und Massenspektrometrie. Khushvakov J, Nussbaum R, Cadoux C, Duan J, Stripp ST, Milton RD*. Angew. Chemie 2021; 133 (18): 10089–94

48. Following electroenzymatic hydrogen production by rotating ring disk electrochemistry and mass spectrometry. Khushvakov J, Nussbaum R, Cadoux C, Duan J, Stripp ST, Milton RD*. Angew. Chemie Int. Ed. 2021; 60 (18): 10001–6

47. Site-selective protonation of the one-electron reduced cofactor in [FeFe]-hydrogenase. Laun K, Baranova I, Duan J, Kertess L, Wittkamp F, Apfel UP, Happe T, Senger M*, Stripp ST*. Dalton Trans. 2021; 5 (10): 3641–50

46. Bonds from Bands. Stripp ST*. Nat. Rev. Chem. 2021
https://www.nature.com/articles/s41570-021-00256-7

45. Proton Transfer Mechanisms in Bimetallic Hydrogenases. Hulin T, Hirota S*, Stripp ST*. Acc. Chem. Res. 2021; 54 (1): 232–241

44. Ligand effects on structural, protophilic and reductive features of stannylated dinuclear iron dithiolato complexes. Abul-Futouh H*, Almazahreh LR, Abaalkhail SJ, Görls H, Stripp ST, Weigand W*. New. J. Chem. 2021; 45: 36-44

43. Temperature Dependence of Structural Dynamics at the Catalytic Cofactor of [FeFe]-hydrogenase. Stripp ST, Mebs S, Haumann M*. Inorg. Chem. 2020; 59 (22): 16474 – 88

42. Characterization of a putative sensory [FeFe]-hydrogenase provides new insight into the role of the active site architecture. Land H, Sekretaryova AL, Huang P, Redman HJ, Németh B, Polidori N, Mészáros L, Senger M, Stripp ST*, Berggren G*. Chem. Sci. 2020; 11: 12789 – 801

41. [FeFe]-Hydrogenase Maturation: H-Cluster Assembly Intermediates Tracked by Electron Paramagnetic Resonance, Infrared, and X-Ray Absorption Spectroscopy. Németh B, Senger M, Redman HJ, Ceccaldi P, Broderick J, Magnuson A, Stripp ST, Haumann M, Berggren G*. J. Biol. Inorg. Chem. 2020; 25: 777 – 88

40. Current State of [FeFe]-Hydrogenase Research: Biodiversity and Spectroscopic Investigations. Land H, Senger M, Berggren G.*, Stripp ST*. ACS catal. 2020; 10 (13): 7069 – 86

39. Spectroscopic Investigations under in vivo Conditions Reveal the Complex Metal Hydride Chemistry of [FeFe]-hydrogenase. Mészáros LS, Ceccaldi P, Lorenzi M, Redman HJ, Pfitzner E, Heberle J, Senger M, Stripp ST*, Berggren G*. Chem. Sci. 2020; 11: 4608 – 17

38. How [FeFe]-Hydrogenase Facilitates Bidirectional Proton Transfer. Senger M, Eichmann V, Laun K, Duan J, Wittkamp F, Knör G, Apfel UP, Happe T, Winkler M, Heberle J, Stripp ST*. J. Am. Chem. Soc. 2019; 141 (43): 17394 – 403

37. Discovery of Novel [FeFe]-Hydrogenases for Biocatalytic H2-production. Land H, Ceccaldi P, Mészáros LS, Lorenzi M, Redman HJ, Senger M, Stripp ST, Berggren G*. Chem. Sci. 2019; 10: 9941 – 48

36. Geometry of the Catalytic Active Site in [FeFe]-Hydrogenases is Determined by Hydrogen Bonding and Proton Transfer. Duan J, Mebs S, Laun K, Wittkamp F, Heberle J, Happe T, Hofmann E, Apfel UP, Winkler M, Senger M, Haumann M, Stripp ST*. ACS Catalysis 2019; 9: 9140 – 49

35. Wasserstoff gewinnen mit biologischen Eisen-Schwefel-Zentren. Stripp ST*. Nachrichten aus der Chemie 2019; 67 (5): 55 – 58

34. Differential Protonation at the Catalytic Six-Iron Cofactor of [FeFe]-Hydrogenases Revealed by 57Fe Nuclear Resonance X-ray Scattering and Quantum Mechanics/Molecular Mechanics Analyses. Mebs S, Duan J, Wittkamp F, Stripp ST, Happe T, Apfel UP1, Winkler M, Haumann M*. Inorg. Chem. 2019; 58 (5): 4000 – 16

33. Infrared Characterization of the Bidirectional O2-sensitive [NiFe]-hydrogenase from Escherichia coli. Senger M, Laun K, Soboh B, Stripp ST*. CATALYSTS 2018; 8: 530

32. Crystallographic and spectroscopic assignment of the proton transfer pathway in [FeFe]-hydrogenases. Duan J, Senger M, Esselborn J, Engelbrecht V, Wittkamp F, Apfel Ulf-Peter, Hofmann E, Stripp ST, Happe T*, Winkler M*. Nat. comm. 2018; 9: 4726

31. The molecular proceedings of biological hydrogen turnover. Haumann M, Stripp ST*. Acc. Chem. Res. 2018; 51 (8): 1755 – 63

30. Spectroscopical Investigations on the Redoxchemistry of [FeFe]-Hydrogenases in the Presence of Carbon Monoxide. Laun K, Mebs S, Duan J, Wittkamp F, Apfel UP, Happe T, Winkler M, Haumann M*, Stripp ST*. MOLECULES 2018; 23: 1669

29. [FeFe]-hydrogenases: recent developments and future perspectives. Wittkamp F, Senger M, Stripp ST, Apfel UP*. Chem. Comm. 2018; 54: 5934 – 42

28. Wasserstoffproduktion nach dem Vorbild der Nature. Apfel UP, Stripp ST*. GIT Laborfachzeitschrift 2018; 6: 28 – 29

27. Hydrogen and oxygen trapping at the H-cluster of [FeFe]-hydrogenase revealed by site-selective spectroscopy and QM/MM calculations. Mebs S, Kositzki R, Duan J, Senger M, Wittkamp F, Apfel UP, Happe T, Stripp ST, Winkler M*, Haumann M*. BBA - Bioenergetics 2018; 1859: 28 – 41

26. Protonation/Reduction Dynamics at the Hydrogen-forming Cofactor of [FeFe]-Hydrogenases. Senger M, Mebs S, Duan J, Shulenina O, Laun K, Kertess L, Wittkamp F, Apfel UP, Happe T, Winkler M*, Haumann M*, Stripp ST*. Phys. Chem. Chem. Phys. 2018; 20: 3128 – 40

25. Protonengekoppelte Reduktion des katalytischen [4Fe‐4S]‐Zentrums in [FeFe]‐Hydrogenasen. Senger M, Laun K, Wittkamp F, Duan J, Happe T, Winkler M, Apfel UP*, Stripp ST*. Angew. Chem. 2017; 129 (52): 16728 – 32

24. Proton-Coupled Reduction of the Catalytic [4Fe-4S] Cluster in [FeFe]-Hydrogenases. Senger M, Laun K, Wittkamp F, Duan J, Happe T, Winkler M, Apfel UP*, Stripp ST*. Angew. Chemie Int. Ed. 2017; 56 (52): 16503 – 06

23. Bridging Hydride at Reduced H-Cluster Species in [FeFe]-Hydrogenases Revealed by Infrared Spectroscopy, Isotope Editing, and Quantum Chemistry. Mebs S*, Senger M, Duan J, Wittkamp F, Apfel UP, Happe T, Winkler M, Stripp ST*, Haumann M*. J. Am. Chem. Soc. 2017; 139: 12157 − 60

22. Accumulating the Hydride State in the Catalytic Cycle of [FeFe]-Hydrogenases. Winkler M, Senger M, Duan J, Esselborn J, Wittkamp F, Hofmann E, Apfel UP, Stripp ST*, Happe T* Nat. Comm. 2017; 8: 16115

21. Proteolytic cleavage orchestrates cofactor insertion and protein assembly in [NiFe]-hydrogenase biosynthesis. Senger M, Stripp ST, Soboh B*, J. Biol. Chem. 2017; 292(28): 11670 – 81

20. Wasserstoffkatalyse in Mikroalgen. Senger M and Stripp ST*. 2017 Nachrichten aus der Chemie. 2017; 65: 123 – 7

19. Stepwise Isotope Editing of [FeFe]-Hydrogenases Exposes Cofactor Dynamics. Senger M, Mebs S, Duan J, Wittkamp F, Apfel UP, Heberle J, Haumann M, Stripp ST*. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2016; 113(30): 8454 – 59